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如何消化讓細(xì)胞生長(zhǎng)的更好，養(yǎng)細(xì)胞關(guān)鍵還是在消化，以下介紹幾種細(xì)胞的消化方法
一、酶消化法
1、胰酶，這是用得最多的。一般濃度在0.25-0.5%。消化的時(shí)間根據(jù)細(xì)胞種類、操作手法，溫度等因素而變化，從幾分鐘到幾十分鐘不等。0.25%的胰酶，37℃一般在消化單層貼壁的細(xì)胞一般1-5分鐘就足夠了，用血清或者含血清的培養(yǎng)基終止。
2、膠原酶，一般用于原代細(xì)胞消化，這種方法作用溫和，對(duì)細(xì)胞損傷較小，消化的時(shí)間也略長(zhǎng)，不推薦的原因是膠原酶有點(diǎn)小貴而且培養(yǎng)細(xì)胞株感覺沒有多大的必要。
二、離子螯合劑
不破壞細(xì)胞表面分子，僅與CAMs螯合，因此，如果檢測(cè)細(xì)胞表面分子的話，盡量，甚至是一定不要用酶消化法。
1、EDTA，一般濃度在0.02%左右，使用它來消化細(xì)胞時(shí)，注意它能顯著影響pH值，而且在弱堿性條件下才易溶，而且它不能被終和，因此，消化下來的細(xì)胞一定要洗一遍。
三、物理法
直接吹打或用細(xì)胞刮刀，貼壁很牢的細(xì)胞可以使用這個(gè)方法，吹打和刮刀都會(huì)給細(xì)胞造成嚴(yán)重的損傷，建議不到萬不得已不要使用此法。
四、冷凍法
采用細(xì)胞冷凍后收縮的原理，從而使細(xì)胞從培養(yǎng)瓶上脫落。優(yōu)點(diǎn)：對(duì)細(xì)胞損傷小，不需要中止或洗細(xì)胞，方便，不需要另外配制消化液。特別適用那些貼壁不是特別緊，又特別嬌氣的細(xì)胞。缺點(diǎn)：細(xì)胞常成小片脫落，重新鋪板后細(xì)胞生長(zhǎng)會(huì)有點(diǎn)聚團(tuán)。常用于間充質(zhì)干細(xì)胞、DC細(xì)胞的消化，具體過程是：1、用較多的4℃的PBS洗滌一遍細(xì)胞，再加入適量的 4℃的PBS，靜置操作臺(tái)上，很快細(xì)胞受冷皺縮小片脫落，3、輕輕吹打，細(xì)胞即脫落，4、按一定比例傳代。
細(xì)胞消化難題：
1.成團(tuán)、絮狀：
消化液里加入edta可以減少細(xì)胞成團(tuán)的現(xiàn)象，血清可以終止胰酶的作用，越好的血清使用的效價(jià)更高，用胰酶消化后加血清終止，如果消化液中加入了edta的話，就要將消化液倒干凈，如果細(xì)胞貼壁要求不是很嚴(yán)格的話，一般不需要進(jìn)行離心。
比如說4T1細(xì)胞，這種細(xì)胞的貼壁能力天生很強(qiáng)，用0.5%胰酶(含0.1%EDTA)一般要消化10~12min。用PBS洗滌時(shí)要洗凈殘余的培養(yǎng)基，加入胰酶后在培養(yǎng)箱中消化(避免細(xì)胞室溫下受損以及在此溫度時(shí)胰酶活性至細(xì)胞收縮變圓(可顯微鏡下觀察)且有少許細(xì)胞脫落(呈流沙狀)，隨后立即棄去胰酶(如果脫落的細(xì)胞很多且需要大量細(xì)胞實(shí)驗(yàn)，則不能棄去胰酶)，加入培養(yǎng)基輕輕彈散(不能用無血清培養(yǎng)基或者PBS替代，否則細(xì)胞聚集成團(tuán)塊或絮狀)。
也可以用2%消化5-8分鐘，然后再棄去。
2.消化過度怎么辦？
馬上用培養(yǎng)基中和，收集全部的細(xì)胞到無菌的離心管中800RPM 3分鐘。棄上清，用全培重懸，換新的培養(yǎng)瓶繼續(xù)培養(yǎng)，狀態(tài)不好的細(xì)胞在培養(yǎng)的過程中會(huì)死亡脫落，在換液的時(shí)候可以清除掉。
逐典TrypLUS消化液優(yōu)勢(shì)
1. DMF備案
2. 非動(dòng)物來源
3. 室溫貯存，無需胰酶抑制劑，稀釋即可終止
4. 消化溫和，消化后細(xì)胞活性高
5. 即開即用，方便快捷
逐典TrypLUS消化液應(yīng)用案例
